Troubles nerveux

Une semaine d'acclimatation, puis une injection dans le liquide céphalorachidien chaque semaine pendant huit semaines, sous anesthésie générale à chaque fois, et entre deux injections des tests de motricité et de force musculaire de dix minutes chacun. Un test de mémoire intervient au deuxième ou au troisième mois, des prélèvements de sang ont lieu en cours d'étude, et un mois après la dernière injection les 396 souris sont tuées pour prélever des structures de leur système nerveux central. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré et le porteur écrit qu'il est probable que les souris injectées perdent peu à peu leur mobilité et leur masse musculaire, la mise à mort devant intervenir avant qu'elles ne puissent plus se déplacer, s'alimenter ni boire. Ce qui leur est inoculé provient du système nerveux central de patients atteints de sclérose latérale amyotrophique, dans l'espoir de reproduire chez elles une maladie dont le porteur dit qu'aucun modèle animal fiable n'existe.

Objectifs

La Sclérose Latérale Amyotrophique (ou maladie de Charcot) est une maladie neurodégénérative qui touche les neurones du cerveau et de la moelle épinière, responsables du mouvement. La maladie débute en moyenne à l’âge de 60 ans et est responsable d’une paralysie progressive, de troubles de la parole et de la déglutition, et de difficultés respiratoires aboutissant au décès en 2 à 5 ans. Il n’existe, à ce jour, aucun traitement de la maladie, et la faible connaissance des mécanismes physiopathologiques impliqués associée à l’absence de modèles animaux fiables freinent la recherche sur la SLA. Deux formes de SLA existent, les formes héréditaires causées par des mutations génétiques (moins de 10% des patients), et les formes dites sporadiques qui représentent plus de 90% des patients et pour lesquelles l’origine de la maladie reste inconnue. Un acteur semble toutefois jouer un rôle central dans la maladie : la protéine TDP-43, qui s’accumule de manière anormale dans les neurones des patients atteints de SLA et semble jouer un rôle dans la propagation de la maladie au sein du système nerveux en se propageant de neurone en neurone. Des modèles animaux portant les mutations génétiques responsables de SLA familiales existent mais ne représentent que moins de 10% des patients. Il est donc indispensable de générer de nouveaux modèles représentatifs des 90% des patients atteints de la forme sporadique. Plusieurs équipes de recherche ont récemment tenté de reproduire la maladie en injectant la protéine TDP-43 issue de patients atteints de SLA dans le cerveau de souris. Ces études ont permis de reproduire des symptômes semblables à ceux présentés par les patients, et l’accumulation anormale de TDP-43 au sein des neurones des souris a été retrouvée comme celle observée chez les patients. Si ces résultats ouvrent des perspectives intéressantes, les modalités d’induction de la maladie restent pour le moment très invasives pour les animaux (injections intracérébrales) et difficiles à réaliser. Afin de pallier ces contraintes, nous souhaitons mettre au point un protocole d’induction de la maladie plus facile et moins invasif pour les animaux. L’objectif du projet est de répondre à l’absence de modèles animaux fiables dans la recherche sur la SLA en générant un modèle animal de SLA sporadique (inexistant à ce jour limitant les progrès de la recherche) pour permettre la compréhension des mécanismes physiopathologiques impliqués et appliquer des stratégies thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Si les souris développent une pathologie similaire à la SLA chez l’Homme, alors elle pourra être étudiée sur un modèle fiable de la maladie pour identifier les mécanismes physiopathologiques impliqués afin de mieux comprendre la genèse et la propagation de la maladie, et enfin permettre d’identifier et de tester de nouvelles cibles thérapeutiques.

Procédures

Pour l’ensemble des procédures, les animaux seront manipulés par des personnes qualifiées et formées. Les souris subiront une injection par semaine pendant 8 semaines sous anesthésie générale courte. L’anesthésie générale dure en moyenne 15 minutes. La procédure démarre par environ une semaine d’acclimatation des animaux à leur nouvel environnement. Une semaine après chaque injection, et avant l’injection suivante, les animaux subiront des tests comportementaux. Ces tests sont au nombre de 2 et visent respectivement à évaluer la motricité et la force musculaire . La durée de ces tests est d’environ 20 minutes par souris (2 tests différents de 10 min chacun avec des temps de récupération entre chaque). Un test de mémoire sera réalisé entre 2 et 3 mois après le début de l'expérience ( test d'environ 10 minutes par souris). Une fois le modèle mis en place, les animaux recevront une substance test de manière aigue ou de manière chronique au cours de l’expérience. Classiquement, les administrations durent quelques secondes pour chaque animal. Des prélèvements sanguins peuvent être réalisés en cours d'étude (1 à 2 prélèvements avec au minimum une semaine d'intervalle, chaque prélèvement dure quelques secondes). Un mois après la dernière injection, les animaux seront euthanasiés pour prélèvements post-mortem et études biochimiques et d’imagerie.

Impact sur les animaux

Dans ce projet, les administrations par voie intrathécale et la procédure terminale de prélèvement peuvent induire un léger stress chez l'animal, du fait de l'anesthésie générale (total de 9 anesthésies sur 12 semaines). Les tests moteurs peuvent induire un léger stress chez l'animal. Si notre modèle permet d’induire une pathologie semblable à la SLA, il est probable que les souris du groupe expérimental présentent peu à peu une réduction de la mobilité et une perte musculaire progressive (entrainant une perte de poids). L'administration de nouveaux candidats médicaments par voie systémique ou orale peut également conduire à un léger stress chez l'animal vigile. Ces interventions peuvent générer un stress transitoire lié à la contention et une légère douleur comparable à l'introduction d'une l'aiguille selon l'art et la pratique vétérinaire. Il n'est pas attendue de douleur ou souffrance spécifique par les candidats médicaments eux-mêmes.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l'issue des 2 procédures pour exploration de la propagation de la maladie par des études biochimiques et histologiques. Ces analyses impliquent le prélèvement de structures du SNC et ne permettent donc pas le maintien en vie des animaux.

Remplacement

Nous ne pouvons pas remplacer ce modèle par un modèle cellulaire car à ce jour il n’existe pas de méthodes alternatives pour étudier le rôle de la protéine TDP-43 dans l’induction et la propagation de la Sclérose Latérale Amyotrophique. En effet la physiopathologie de la SLA met en jeu l’organisme entier et plus particulièrement le système nerveux central. Les modèles cellulaires ne permettent d’évaluer le mode d’action qu’au niveau moléculaire et sub-cellulaire sans pour autant apporter des informations extrapolables à l’organe ou à l’organisme entier. Aussi, il n’existe pas de modélisation mathématique ou d’alternatives non animales dans ce domaine.

Réduction

Le nombre d’animaux a été réduit au maximum tout en permettant l’obtention de résultats exploitables au niveau statistique. Les tests statistiques ont été choisis de manière à répondre le plus précisément possible aux questions scientifiques

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages aux normes suivant l’âge et le poids des animaux (4 à 6 souris par cage car ce sont des animaux sociaux), et les animaux évolueront dans un environnement enrichi (coton, tunnel, etc…). Les animaux seront surveillés quotidiennement par le personnel de l’animalerie et/ou les techniciens. La douleur susceptible d’être induite par les injections sera limitée car elles seront réalisées sous anesthésie par isofluorane. En revanche, si notre modèle permet d’induire une pathologie semblable à la SLA, il est probable que les souris du groupe expérimental présentent peu à peu une réduction de la mobilité et une perte musculaire progressive. Les animaux seront euthanasiés avant qu’ils ne développent des symptômes trop sévères les empêchant de se déplacer correctement et donc de s’alimenter et de boire correctement (point limite lié à ce protocole).

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour l’étude des maladies humaines car l’organisation de son ADN et l’expression de ses gènes sont similaires à celles de l’Homme. La souris est donc un outil précieux dans la plupart des domaines de recherche médicale et permet d’étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à de nombreuses pathologies humaines. De plus, c’est un modèle facile à entretenir, bien décrit et documenté. C’est un modèle utilisé dans le monde entier permettant ainsi de comparer les résultats entre les laboratoires de recherche. Les souris C57BL/6J seront âgées d’environ 4 mois, l’âge moyen pour avoir des animaux adultes et matures car la SLA est une maladie qui touche des adultes.

Jusqu'à huit sessions d'ultrasons et d'imagerie par animal, étalées sur un an pour les souris et deux ans pour les rats, la tête rasée puis épilée à la crème dépilatoire au risque d'une brûlure cutanée, 532 souris et 112 rats subissent ces procédures d'un niveau de souffrance modéré et sont tous tués pour prélever leurs organes. Le porteur décrit un risque d'œdème cérébral ou d'hémorragie en cas de surdose ultrasonore, des séances d'imagerie sous anesthésie allant jusqu'à une heure et demie, et des transports de quinze minutes entre deux sites d'expérimentation. L'objectif déclaré est d'optimiser l'ouverture de la barrière protégeant le cerveau, une approche déjà en essai clinique chez l'être humain depuis 2015. Les rats servent pour leur crâne plus épais et moins homogène, qui oblige à ajuster la dose individu par individu, comme chez les patients.

Objectifs

L’efficacité et l’émergence de traitements innovants contre les pathologies cérébrales sévères (tumeurs, maladie d’Alzheimer…) sont restreintes par la présence de la barrière hémato-encéphalique (BHE) qui protége le cerveau mais bloque le passage de plus de 95% de médicaments du sang vers les cellules pathologiques. Les ultrasons (US) peuvent être utilisés à travers le crâne pour délivrer des molécules dans le cerveau. En effet, combinés à l’injection de microbulles par voie intraveineuse, les US peuvent induire une perméabilisation localisée, non invasive et réversible de la BHE. Depuis 2015, plusieurs essais cliniques portant sur l’évaluation de l’innocuité et la validation du bénéfice des US pour le traitement de tumeurs cérébrales ou de maladies neurodégénératives sont menés. De nombreuses interrogations demeurent néanmoins quant à l’optimisation des protocoles ultrasonores ainsi que leur impact sur le tissu cérébral. La mise en place de techniques spécifiques de neuroimagerie quantitative permettrait de répondre à ces iquestions. L’IRM est l’examen de référence pour s’assurer de l’efficacité et la sécurité de l’ouverture de la BHE. L’imagerie nucléaire (TEP) et l’échographie peuvent être exploitées pour évaluer l’intégrité de la BHE, quantifier la dose de médicaments délivrés et observer les micro changements vasculaires. Le projet consiste à utiliser les modalités d’imagerie IRM, TEP et échographie afin d’améliorer nos protocoles de délivrance de médicaments par ultrasons, et de comprendre et maîtriser leurs effets sur le cerveau de rongeurs. Ainsi, le projet répondra à trois objectifs qui sont : (i) l’optimisation et le contrôle des protocoles thérapeutiques, (ii) la compréhension des mécanismes et effets des US sur l’environnement cérébral, (iii) valider le passage de différents médicaments. Ce projet nécessite l’utilisation d’équipements présents sur plusieurs sites. Ainsi, 2 établissements sont concernés. Les tâches impliquant la TEP et l’échographie seront réalisées dans un établissement utilisateur et les tâches impliquant l’IRM seront réalisées dans le deuxième établissement. .

Bénéfices attendus

L’objectif de ce projet est de développer une méthodologie transférable au niveau clinique. Le bénéfice, à terme, sera de proposer une meilleure prise en charge des pathologies cérébrales. Une telle approche serait profitable pour le traitement de maladies aujourd’hui incurables telles que certaines tumeurs cérébrales agressives, les maladies neurodégénératives ou encore les maladies génétiques. Ce projet a comme but principal d’établir, optimiser et valider des protocoles de thérapie du cerveau par ultrasons en tirant profit des outils d’imagerie dont nous disposons. En particulier, nos approches de neuroimageries quantitatives permettront de développer les modèles prédictifs de délivrance de médicaments par ultrasons. Par ailleurs, les outils d’imagerie que nous développons au laboratoire seront exploités pour étudier l’influence des ultrasons sur l’environnement cérébral. Ainsi les bénéfices attendus peuvent se résumer aux cinq points suivants : 1/ Amélioration des protocoles thérapeutiques pour perméabiliser la BHE et délivrer des médicaments dans le cerveau de manière non invasive. 2/ Elaboration de protocoles personnalisés. Les doses ultrasonores et les volumes traités seront adaptés à la morphologie de l’animal et à la pathologie visée. 3/ Quantification de la dose de médicaments délivrés dans le cerveau par neuroimagerie. 4/ Compréhension de l’impact des ultrasons sur l’environnement cérébral. Nous établirons notamment la relation entre la dose ultrasonore et la réversibilité de l’approche (temps de passage des médicaments). 5/ Validation de nouveaux traceurs et de séquences d’imagerie cérébrale.

Procédures

Selon les lots, les animaux subiront les actes suivants : 1/ Thérapie par ultrasons : injection de microbulles gazeuses et applications des ultrasons (532 souris et 112 rats, durée du protocole 10 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée. 2/ Administration de médicaments : anesthésie et injection (140 souris, durée de l’acte 10 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée. 3/ IRM : anesthésie et injection de produits de contraste (427 souris et 70 rats, durée du protocole 45 min) Lieu : EU dédié à l’IRM. 4/ TEP : anesthésie et injection de produits de contraste (175 souris et 42 rats, durée du protocole 60 min) - Lieu : EU dédié à la TEP. 5/ Echographie : anesthésie et injection de produits de contraste (28 souris, durée de l’acte 20 min) Lieu : EU dédié à la TEP. 6/ Prélèvement des organes en fin de protocole (532 souris et 112 rats, durée de l’acte 20 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée Afin de limiter le nombre d’animaux, les animaux pourront répétés les actes 1, 3, 4 et 5 décrits ci-dessus jusqu’ à 8 sessions maximum avec un espacement minimum entre les sessions de 1 semaine entre les sessions. La durée maximum totale de cette procédure sera d’un an pour les souris et de deux ans pour les rats. Les animaux recevant l’administration de médicaments (acte 2) auront jusqu’à 6 traitements dans un intervalle de 3 semaines.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables prévus sur les animaux pourraient être : • Une surdose ultrasonore peut entraîner un risque d’œdème cérébral local ou d’hémorragie. • L’injection des microbulles et médicaments en intraveineux peut induire une courte douleur (moins de 5 min). • Les animaux seront endormis lors des sessions d’imagerie (1h30 maximum) par voie gazeuse. Lors du réveil, les animaux peuvent être désorientés et stressés. • Le transport des animaux entre les deux sites d’expérimentation (15 min de transport) peut induire un stress chez les animaux. • Les animaux seront rasés et épilés (application d’une crème dépilatoire) sur la tête pour permettre la transmission des ultrasons. Cet acte peut causer une légère brûlure cutanée. Selon la dose, les traitements (chimiothérapie, immunothérapie, nanoparticules et virus adéno-associés) peuvent avoir une toxicité pour l’organisme et induire des effets indésirables (comme par exemple : perte de poids, troubles digestifs). La durée des traitements ne dépassera pas plus de 3 semaines. Cette toxicité sera limitée par l’utilisation de doses thérapeutiques décrites et validées dans la littérature.

Devenir

A la fin du protocole, les animaux sont euthanasiés afin de prélever leurs tissus et organes à des fins d'histologie et de dosages. Les objectifs sont de : 1/ s’assurer de l’innocuité de la méthode (pas de dommages dans le tissu cérébral causé par l’exposition aux ultrasons) 2/ vérifier la toxicité des composés injectés dans le cerveau et les organes d’élimination (e.g., foie, rein) 3/ quantifier la dose de médicaments présents dans le cerveau

Remplacement

En amont de ce projet, nous avons réalisé des études in vitro préliminaires (bancs de mesures et culture cellulaire) pour affiner les paramètres ultrasonores, caractériser les microbulles gazeuses utilisées pour ouvrir la BHE et limiter le nombre d’expériences in vivo. Cependant, la BHE et son microenvironnement cérébral ne sont pas reproductibles in vitro à ce jour. Ni la modélisation in silico, ni l’expérimentation in vitro ne permettent de prédire l’efficacité (délivrance de molécule intracérébrale) et l’impact du traitement ultrasonore sur le tissu cérébral (dynamique d’ouverture et de refermeture, neuroinflammation, perturbations vasculaires). Il est donc indispensable d’utiliser des modèles animaux. L’expérimentation animale permet également d’évaluer la variabilité inter-individus de l’approche thérapeutique en fonction de l’âge et du sexe de l’animal.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaire pour chaque groupe a été déterminé pour qu’il soit le plus petit possible tout en étant statistiquement valide, en se basant sur des études antérieures similaires et sur des données de la littérature.

Raffinement

L’ensemble des actes effectués chez les animaux seront faits par des personnes formées. Chaque acte de la procédure sera réalisé sous anesthésie gazeuse et l’animal sera maintenu sous un dispositif chauffant (tapis, lumière ou flux d’air) pour assurer son bien-être lors des manipulations. L’apparition de tout signe de détresse respiratoire sera particulièrement surveillée durant la procédure. Lors des sessions de thérapie, les injections seront réalisées sous anesthésie gazeuse après avoir préalablement appliqué une anesthésie locale 10 min avant l’injection. Les souris seront hébergées en groupe de 4 ou 5 par cage avec un milieu enrichi. Les rats seront hébergés par groupe de 2 par cage avec un milieu enrichi. Le suivi quotidien par les zootechniciens assurera d’éviter toute souffrance. Les examens d’imagerie seront réalisés sur deux sites (distants de 15 min). Les transports des animaux seront anticipés afin de laisser une semaine complète d’acclimatation sur chacun des sites lorsque cela sera possible. Les animaux seront acheminés dans un véhicule dédié aux transports des animaux doté d’une climatisation à l’intérieur, de cages adaptées aux transports comportant de la litière et de la nourriture gélifiée. Le suivi régulier du poids permettra de favoriser leur manipulation pour les sessions d’imagerie et de thérapie et ainsi limiter tout stress. Une analgésie sera mise place après accord du vétérinaire si des signes de douleur sont mis en évidence. Des points limites seront définis en amont des interventions, ceux-ci auront vocation à limiter et surtout éviter une souffrance animale. Une grille de score basée sur ces points limites sera utilisée.

Choix des espèces

Dans une première approche, le choix du modèle souris se justifie par sa simplicité , sa forte reproductibilité inter-individus et la possibilité d’administrer de petits volumes de médicaments. Une majeure partie des expérimentations sera réalisée sur ce modèle. Toutefois, nous souhaitons également évaluer nos protocoles thérapeutiques sur un modèle rat plus complexe et proche de l’espèce humaine afin de tester notre approche de thérapie personnalisée. En effet, compte tenu de la forte atténuation du crâne chez le rat et de son inhomogénéité, la dose ultrasonore doit être ajustée selon l’individu, comme c’est le cas chez l’espère humaine. L’utilisation efficace de ce modèle requiert donc une maîtrise avancée du protocole ultrasonore qui sera évalué sur un nombre moins important d’animaux. Des animaux adultes seront utilisés dans ce projet. La présence du crâne joue un rôle prépondérant dans la transmission des ultrasons. Afin de passer outre un biais expérimental, il est nécessaire d’atteindre la maturité de l’animal (au-delà de 8 semaines) et la formation complète du crâne. Nous utiliserons des animaux adultes jeunes, les souris (18g à 25g au début de l’étude) pourront être étudiés sur une période de 1 an maximum après la première session du protocole. Nous utiliserons également des rats adultes jeunes ( 200g à 300g au début de l’étude). Les rats pourront être étudiés sur une période de 2 ans maximum après la première session du protocole. Cet âge a été choisi pour intégrer dans l’étude des animaux pour lesquels le vieillissement induit un effet sur le crâne (calcification osseuse) et la transmission des ultrasons. La validation de nos protocoles sur des animaux âgés est particulièrement pertinente en vue d’utilisation postérieure de modèles de maladies neurodégénératives (Alzheimer). Les résultats obtenus et les paramètres ultrasonores optimisés seront corrélés à l’âge des animaux.

Sur les 207 souris utilisées, 192 seront tuées pour prélever leur intestin et leur cerveau, les 15 souris dites naïves employées dans les tests d'interaction sociale étant mises à disposition d'autres utilisateurs. Ces souris subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré, une hypothyroïdie provoquée chez les mères par un antithyroïdien dans l'eau de boisson, puis chez la descendance un gavage trois fois par semaine pendant deux semaines, des prélèvements de sang à la queue et une bille introduite par voie anale pour mesurer le transit colique. Les tests comportementaux sont détaillés, exploration, interaction sociale de 35 minutes, mesure des stéréotypies et test d'anxiété de 15 minutes chacun. Le porteur affirme qu'évaluer un traitement des symptômes digestifs et comportementaux de l'autisme ne peut, à ce jour, être réalisé que sur des animaux non-humains.

Objectifs

6. Les troubles du spectre de l’autisme sont caractérisés par des déficits dans les interactions sociales, des stéréotypies et des centres d’intérêts restreints. En plus des symptômes comportementaux, une grande majorité de personnes avec TSA souffrent de symptômes gastro-intestinaux. Aucun médicament spécifique des troubles du spectre de l’autisme n’existe à ce jour. Il s’avère que le microbiote intestinal présente une composition altérée chez les patients avec autismes par rapport à des sujets témoins. Appuyant le microbiote intestinal comme possible cible thérapeutique dans l’autisme, des études cliniques pilotes de thérapie par transfert de microbiote fécal ou de probiotiques (micro-organismes vivants tels que bactéries, levures exerçant un effet bénéfique sur l'organisme) chez des enfants avec autisme ont permis d’améliorer certains symptômes comportementaux et digestifs, suggérant que des éléments produits par le microbiote intestinal possèdent un potentiel thérapeutique. Nous proposons de tester l’un de ces éléments : les vésicules extracellulaires produites par le microbiote intestinal qui sont présentes dans les selles. Parmi les facteurs de risques de l’autisme, la santé de la mère pendant la grossesse semble jouer un rôle crucial. En particulier, l'hypothyroxinémie maternelle est associée à un risque quatre fois plus élevé de développer des troubles du spectre de l’autisme chez la descendance. L’hypothyroxinémie est une forme d’hypothyroïdie dans laquelle la concentration sanguine de T3 (l’hormone thyroïdienne active) est normale alors que celle de T4 (précurseur de T3) est diminuée. Un modèle animal chez la souris permettant de modéliser l’hypothyroxinémie maternelle montre en effet l’apparition de troubles comportementaux et digestifs pertinents des TSA chez la descendance. L’objectif de ce projet est d’étudier une nouvelle approche thérapeutique dans un modèle animal d’hypothyroxinémie maternelle. Cette approche est basée sur l’utilisation vésicules extracellulaires fécales (contenant les vésicules extracellulaires du microbiote intestinal) ou des vésicules extracellulaires issues de probiotiques (micro-organismes vivants tels que bactéries, levures). L’objectif est d’étudier si un traitement d’un modèle animal avec des vésicules extracellulaires provenant d'un microbiote fécal sain ou de probiotiques réduira les symptômes comportementaux et gastro-intestinaux de type autistique chez la descendance de mères avec hypothyroxinémie.

Bénéfices attendus

Les troubles du spectre de l’autisme touchent environ 1% de la population mondiale et restent en constante augmentation sans médication proposée à ce jour. Plusieurs études indiquent que des éléments produits par le microbiote intestinal ou par des probiotiques (micro-organismes vivants tels que bactéries, levures) possèdent un potentiel thérapeutique pour les troubles du spectre de l’autisme. En ciblant les vésicules extracellulaires, notre projet pourrait apporter un nouvel outil thérapeutique dans l’autisme. Dans des modèles animaux de colites, l’emploi des vésicules extracellulaires fécale ou dérivées de probiotiques, a montré leur efficacité dans la diminution des symptômes gastro-intestinaux. Ce projet pourrait donc apporter de nouvelles perspectives pour un traitement thérapeutique de l’autisme basé sur l’utilisation de vésicules extracellulaires comme postbiotiques (composés produits par les probiotiques).

Procédures

Pour la procédure n°1 visant à induire une hypothyroxinémie chez les souris gestantes, nous réaliserons un seul prélèvement d’un échantillon de sang à la base de la queue (environ 200μl) de 5min. Pour la procédure n°2 visant à étudier le comportement et les fonctions digestives, nous réaliserons : - un gavage 3 fois par semaine (un jour sur deux) durant 2 semaines à l’aide d’une canule de gavage pour rongeurs avec 100 µl d’une solution de VE (2min). - des tests comportementaux sur 3 jours seront effectués sur les souris : 1) test d’exploration, 2) test d’interaction sociale de 35min 3) mesure des stéréotypies de 15min et 4) test d’anxiété de 15min. - un seul prélèvement d’un échantillon de sang à la base de la queue (environ 30μl) de 5min. - un prélèvement de selles tous les ¼ d’heure sur 2 heures.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables attendues sur les souris sont faibles. Cependant, du stress et de la douleur peuvent être générés par les différentes procédures expérimentales (gavage, prélèvements de sang ou tests comportementaux). Les signes de souffrance éventuelle seront observés quotidiennement au cours de l’étude.

Devenir

A l’issue de chaque procédure, tous les animaux, à l’exception des souris naïves dites inconnues utilisées pour les tests comportementaux d’interaction sociale, seront mis à mort. Les souris naïves seront mises à disposition pour d’autres utilisateurs. L’intestin et le cerveau seront prélevés et des mesures ex vivo de motricité colique et de perméabilité colique seront effectuées ainsi que des analyses supplémentaires d’expression de protéines clés des fonctions digestives et cérébrales.

Remplacement

Une étude visant à évaluer le bénéfice thérapeutique d’un traitement sur les symptômes digestifs et comportement dans le cadre des troubles du spectre de l’autisme ne peut, à ce jour, être réalisée que sur des animaux.

Réduction

Des études antérieures publiées sur des modèles in vivo de colites et des approches in vitro conduites dans notre laboratoire sur des modèles de cultures de neurones entériques ont montré la bioactivité des VE fécales ou dérivées de probiotiques à induire des modifications fonctionnelles des neurones entériques et ainsi à déterminer la dose efficace de VE à administrer chez l’animal. Ces données et expériences préliminaires in vitro ont permis de réduire significativement le nombre d’animaux qu’il aurait fallu pour révéler ces effets in vivo. Parallèlement, des expérimentations similaires menés chez des modèles animaux au cours de projets antérieurs nous ont permis de faire des calculs de puissance statistique et ainsi de sélectionner le nombre minimum d’animaux par groupe pour avoir une significativité avec une erreur de 0,05 et une puissance de 80%.

Raffinement

Le bien-être animal sera pris en compte tout au long de l’expérimentation. Nous recevrons les souris gestantes au stade gestationnel embryonnaire de 6 jours, soit 5 jours avant le début du traitement avec le 2-mercapto-1-methylimidazole dans l’eau de boisson pour induire une hypothyroxinémie gestationnelle. Les souris gestantes seront hébergées collectivement dans un environnement enrichi avec frisottis et tunnels, puis seront transférées 3 jours avant la mise-bas dans des cages individuelles enrichies avec igloo pour leur permettent de construire leur nid. Pour la descendance, les souris seront hébergées collectivement dans des cages enrichies avec frosottis et tunnel. Concernant les tests comportementaux, une habituation d’1h est réalisée dans la pièce dédiée au comportement avant le début des tests. Pour le test du temps de transit colique distal par l’introduction d’une bille par voie anale dans le rectum, de la vaseline sera utilisée pour l’introduction de la bille. L’ensemble des procédures sera réalisé par du personnel qualifié. L’évaluation des animaux sera effectuée selon des critères définis de poids, d’apparence physique (pelage, posture), d’activité, de comportement et de fréquence respiratoire. Le poids et l’état d’hydratation seront surveillés régulièrement pour les femelles gestantes et au stade P10, P30 et P55 pour la descendance. Pour l’ensemble des procédures, des points limites sont mis en place. Si l’animal présente 2 ou 3 signes cliniques notables ou 1 signe clinique sévère, il sera retiré de l’étude et sacrifié. En cas de doute, nous ferons appel aux responsables de la SBEA de l’établissement. Si un seul signe clinique est notable, il sera alors demandé une consultation par le vétérinaire référent ou un responsable SBEA. Si un protocole d’analgésie s’avère nécessaire, les souris ayant eu une analgésie seront retirées de l’étude en raison du biais expérimental apporté par l’analgésie.

Choix des espèces

Des études antérieures conduites par nos collaborateurs ont montré la pertinence chez la souris du modèle d’hypothyroxinémie maternelle comme modèle d’autisme intégrant un facteur de risque maternel. De plus, nos études conduites dans le laboratoire montrant l’impact du microbiote fécal dans les troubles gastro-intestinaux et comportementaux ont été réalisées chez la souris. Les souris gestantes au stade gestationnel E4 seront réceptionnées à l’animalerie. Pour induire l’hypothyroxinémie, les souris au stade gestationnel E10 recevront 0,02% de 2-mercapto-1-methylimidazole (MMI) dissout dans l’eau de boisson jusqu’au stade E14 selon le protocole bien établi. Sur la descendance, les souris recevront le traitement avec les VE au stade 40 jours après la naissance, correspondant à un stade adolescent, encore en phase développementale de maturation cérébrale et intestinale. A cet âge, les symptômes gastro-intestinaux et comportementaux sont apparents. De plus cet âge est pertinent avec l’autisme, s’inscrivant dans une trajectoire développementale. Après 2 semaines de traitement, les souris seront étudiées au stade 54 jours après la naissance jusqu’à 58 jours.

Chaque animal peut être soumis à huit sessions d'ultrasons et d'imagerie, espacées d'au moins une semaine, sur un an pour les souris et deux ans pour les rats. 532 souris et 112 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour le prélèvement de leurs organes. La tête rasée et dépilée à la crème, ils reçoivent des microbulles par voie intraveineuse puis des ultrasons à travers le crâne, pour ouvrir la barrière qui protège le cerveau, avant des IRM de 45 minutes ou des examens TEP d'une heure sous anesthésie. Le porteur cite parmi les risques l'œdème cérébral, l'hémorragie et une légère brûlure cutanée due à la crème dépilatoire, et justifie l'effectif par des études antérieures similaires, sans donner de calcul.

Objectifs

L’efficacité et l’émergence de traitements innovants contre les pathologies cérébrales sévères (tumeurs, maladie d’Alzheimer…) sont restreintes par la présence de la barrière hémato-encéphalique (BHE) qui protége le cerveau mais bloque le passage de plus de 95% de médicaments du sang vers les cellules pathologiques. Les ultrasons (US) peuvent être utilisés à travers le crâne pour délivrer des molécules dans le cerveau. En effet, combinés à l’injection de microbulles par voie intraveineuse, les US peuvent induire une perméabilisation localisée, non invasive et réversible de la BHE. Depuis 2015, plusieurs essais cliniques portant sur l’évaluation de l’innocuité et la validation du bénéfice des US pour le traitement de tumeurs cérébrales ou de maladies neurodégénératives sont menés. De nombreuses interrogations demeurent néanmoins quant à l’optimisation des protocoles ultrasonores ainsi que leur impact sur le tissu cérébral. La mise en place de techniques spécifiques de neuroimagerie quantitative permettrait de répondre à ces iquestions. L’IRM est l’examen de référence pour s’assurer de l’efficacité et la sécurité de l’ouverture de la BHE. L’imagerie nucléaire (TEP) et l’échographie peuvent être exploitées pour évaluer l’intégrité de la BHE, quantifier la dose de médicaments délivrés et observer les micro changements vasculaires. Le projet consiste à utiliser les modalités d’imagerie IRM, TEP et échographie afin d’améliorer nos protocoles de délivrance de médicaments par ultrasons, et de comprendre et maîtriser leurs effets sur le cerveau de rongeurs. Ainsi, le projet répondra à trois objectifs qui sont : (i) l’optimisation et le contrôle des protocoles thérapeutiques, (ii) la compréhension des mécanismes et effets des US sur l’environnement cérébral, (iii) valider le passage de différents médicaments. Ce projet nécessite l’utilisation d’équipements présents sur plusieurs sites. Ainsi, 2 établissements sont concernés. Les tâches impliquant la TEP et l’échographie seront réalisées dans un établissement utilisateur et les tâches impliquant l’IRM seront réalisées dans le deuxième établissement. .

Bénéfices attendus

L’objectif de ce projet est de développer une méthodologie transférable au niveau clinique. Le bénéfice, à terme, sera de proposer une meilleure prise en charge des pathologies cérébrales. Une telle approche serait profitable pour le traitement de maladies aujourd’hui incurables telles que certaines tumeurs cérébrales agressives, les maladies neurodégénératives ou encore les maladies génétiques. Ce projet a comme but principal d’établir, optimiser et valider des protocoles de thérapie du cerveau par ultrasons en tirant profit des outils d’imagerie dont nous disposons. En particulier, nos approches de neuroimageries quantitatives permettront de développer les modèles prédictifs de délivrance de médicaments par ultrasons. Par ailleurs, les outils d’imagerie que nous développons au laboratoire seront exploités pour étudier l’influence des ultrasons sur l’environnement cérébral. Ainsi les bénéfices attendus peuvent se résumer aux cinq points suivants : 1/ Amélioration des protocoles thérapeutiques pour perméabiliser la BHE et délivrer des médicaments dans le cerveau de manière non invasive. 2/ Elaboration de protocoles personnalisés. Les doses ultrasonores et les volumes traités seront adaptés à la morphologie de l’animal et à la pathologie visée. 3/ Quantification de la dose de médicaments délivrés dans le cerveau par neuroimagerie. 4/ Compréhension de l’impact des ultrasons sur l’environnement cérébral. Nous établirons notamment la relation entre la dose ultrasonore et la réversibilité de l’approche (temps de passage des médicaments). 5/ Validation de nouveaux traceurs et de séquences d’imagerie cérébrale.

Procédures

Selon les lots, les animaux subiront les actes suivants : 1/ Thérapie par ultrasons : injection de microbulles gazeuses et applications des ultrasons (532 souris et 112 rats, durée du protocole 10 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée. 2/ Administration de médicaments : anesthésie et injection (140 souris, durée de l’acte 10 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée. 3/ IRM : anesthésie et injection de produits de contraste (427 souris et 70 rats, durée du protocole 45 min) Lieu : EU dédié à l’IRM. 4/ TEP : anesthésie et injection de produits de contraste (175 souris et 42 rats, durée du protocole 60 min) - Lieu : EU dédié à la TEP. 5/ Echographie : anesthésie et injection de produits de contraste (28 souris, durée de l’acte 20 min) Lieu : EU dédié à la TEP. 6/ Prélèvement des organes en fin de protocole (532 souris et 112 rats, durée de l’acte 20 min) Lieu : les 2 Etablissements Utilisateurs possibles selon l’imagerie effectuée Afin de limiter le nombre d’animaux, les animaux pourront répétés les actes 1, 3, 4 et 5 décrits ci-dessus jusqu’ à 8 sessions maximum avec un espacement minimum entre les sessions de 1 semaine entre les sessions. La durée maximum totale de cette procédure sera d’un an pour les souris et de deux ans pour les rats. Les animaux recevant l’administration de médicaments (acte 2) auront jusqu’à 6 traitements dans un intervalle de 3 semaines.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables prévus sur les animaux pourraient être : • Une surdose ultrasonore peut entraîner un risque d’œdème cérébral local ou d’hémorragie. • L’injection des microbulles et médicaments en intraveineux peut induire une courte douleur (moins de 5 min). • Les animaux seront endormis lors des sessions d’imagerie (1h30 maximum) par voie gazeuse. Lors du réveil, les animaux peuvent être désorientés et stressés. • Le transport des animaux entre les deux sites d’expérimentation (15 min de transport) peut induire un stress chez les animaux. • Les animaux seront rasés et épilés (application d’une crème dépilatoire) sur la tête pour permettre la transmission des ultrasons. Cet acte peut causer une légère brûlure cutanée. Selon la dose, les traitements (chimiothérapie, immunothérapie, nanoparticules et virus adéno-associés) peuvent avoir une toxicité pour l’organisme et induire des effets indésirables (comme par exemple : perte de poids, troubles digestifs). La durée des traitements ne dépassera pas plus de 3 semaines. Cette toxicité sera limitée par l’utilisation de doses thérapeutiques décrites et validées dans la littérature.

Devenir

A la fin du protocole, les animaux sont euthanasiés afin de prélever leurs tissus et organes à des fins d'histologie et de dosages. Les objectifs sont de : 1/ s’assurer de l’innocuité de la méthode (pas de dommages dans le tissu cérébral causé par l’exposition aux ultrasons) 2/ vérifier la toxicité des composés injectés dans le cerveau et les organes d’élimination (e.g., foie, rein) 3/ quantifier la dose de médicaments présents dans le cerveau

Remplacement

En amont de ce projet, nous avons réalisé des études in vitro préliminaires (bancs de mesures et culture cellulaire) pour affiner les paramètres ultrasonores, caractériser les microbulles gazeuses utilisées pour ouvrir la BHE et limiter le nombre d’expériences in vivo. Cependant, la BHE et son microenvironnement cérébral ne sont pas reproductibles in vitro à ce jour. Ni la modélisation in silico, ni l’expérimentation in vitro ne permettent de prédire l’efficacité (délivrance de molécule intracérébrale) et l’impact du traitement ultrasonore sur le tissu cérébral (dynamique d’ouverture et de refermeture, neuroinflammation, perturbations vasculaires). Il est donc indispensable d’utiliser des modèles animaux. L’expérimentation animale permet également d’évaluer la variabilité inter-individus de l’approche thérapeutique en fonction de l’âge et du sexe de l’animal.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaire pour chaque groupe a été déterminé pour qu’il soit le plus petit possible tout en étant statistiquement valide, en se basant sur des études antérieures similaires et sur des données de la littérature.

Raffinement

L’ensemble des actes effectués chez les animaux seront faits par des personnes formées. Chaque acte de la procédure sera réalisé sous anesthésie gazeuse et l’animal sera maintenu sous un dispositif chauffant (tapis, lumière ou flux d’air) pour assurer son bien-être lors des manipulations. L’apparition de tout signe de détresse respiratoire sera particulièrement surveillée durant la procédure. Lors des sessions de thérapie, les injections seront réalisées sous anesthésie gazeuse après avoir préalablement appliqué une anesthésie locale 10 min avant l’injection. Les souris seront hébergées en groupe de 4 ou 5 par cage avec un milieu enrichi. Les rats seront hébergés par groupe de 2 par cage avec un milieu enrichi. Le suivi quotidien par les zootechniciens assurera d’éviter toute souffrance. Les examens d’imagerie seront réalisés sur deux sites (distants de 15 min). Les transports des animaux seront anticipés afin de laisser une semaine complète d’acclimatation sur chacun des sites lorsque cela sera possible. Les animaux seront acheminés dans un véhicule dédié aux transports des animaux doté d’une climatisation à l’intérieur, de cages adaptées aux transports comportant de la litière et de la nourriture gélifiée. Le suivi régulier du poids permettra de favoriser leur manipulation pour les sessions d’imagerie et de thérapie et ainsi limiter tout stress. Une analgésie sera mise place après accord du vétérinaire si des signes de douleur sont mis en évidence. Des points limites seront définis en amont des interventions, ceux-ci auront vocation à limiter et surtout éviter une souffrance animale. Une grille de score basée sur ces points limites sera utilisée.

Choix des espèces

Dans une première approche, le choix du modèle souris se justifie par sa simplicité , sa forte reproductibilité inter-individus et la possibilité d’administrer de petits volumes de médicaments. Une majeure partie des expérimentations sera réalisée sur ce modèle. Toutefois, nous souhaitons également évaluer nos protocoles thérapeutiques sur un modèle rat plus complexe et proche de l’espèce humaine afin de tester notre approche de thérapie personnalisée. En effet, compte tenu de la forte atténuation du crâne chez le rat et de son inhomogénéité, la dose ultrasonore doit être ajustée selon l’individu, comme c’est le cas chez l’espère humaine. L’utilisation efficace de ce modèle requiert donc une maîtrise avancée du protocole ultrasonore qui sera évalué sur un nombre moins important d’animaux. Des animaux adultes seront utilisés dans ce projet. La présence du crâne joue un rôle prépondérant dans la transmission des ultrasons. Afin de passer outre un biais expérimental, il est nécessaire d’atteindre la maturité de l’animal (au-delà de 8 semaines) et la formation complète du crâne. Nous utiliserons des animaux adultes jeunes, les souris (18g à 25g au début de l’étude) pourront être étudiés sur une période de 1 an maximum après la première session du protocole. Nous utiliserons également des rats adultes jeunes ( 200g à 300g au début de l’étude). Les rats pourront être étudiés sur une période de 2 ans maximum après la première session du protocole. Cet âge a été choisi pour intégrer dans l’étude des animaux pour lesquels le vieillissement induit un effet sur le crâne (calcification osseuse) et la transmission des ultrasons. La validation de nos protocoles sur des animaux âgés est particulièrement pertinente en vue d’utilisation postérieure de modèles de maladies neurodégénératives (Alzheimer). Les résultats obtenus et les paramètres ultrasonores optimisés seront corrélés à l’âge des animaux.

Des souris femelles gestantes respirent un insecticide pyréthrinoïde huit heures par jour, du douzième jour de gestation jusqu'à la naissance de leur portée, et jusqu'à sept jours au-delà. 258 souris, mères et petits, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour le prélèvement de leur cerveau. Le porteur attend chez les mères des troubles digestifs, une hyperventilation, des déficits moteurs et des symptômes de type parkinsonien ou épileptique, et chez la descendance une mortalité accrue à la naissance ou un syndrome de type autistique, qui constitue précisément l'hypothèse testée. Les petits passent ensuite l'open field, la croix surélevée et le test d'interaction sociale à trois chambres, et le porteur affirme que reproduire une exposition par inhalation impose l'"organisme entier".

Objectifs

La prévalence de l'autisme ne cesse d'augmenter à l'échelle mondiale, devenant un problème de santé publique non négligeable. Les composantes environnementales ont un plus fort impact que les facteurs génétiques dans l'apparition de troubles du spectre autistique (TSA). Parmi elles, on retrouve les pesticides, néfastes pour les nuisibles mais également pour l'Homme dans le stades précoces du développement. En effet, diverses études épidémiologiques (Etats-Unis, France, Royaume-Uni...)) montrent une utilisation durant la dernière décennie de pesticides mais plus précisément d'insecticides à usage domestique dans 70 à 95% des cas. Ces produits sont retrouvés majoritairement sous forme de pulvérisateurs avec pour la plupart, comme substance active : les Pyréthrinoïdes (insecticides). Ainsi, une exposition aux pyréthrinoïdes pendant la période périnatale augmente le risque d'apparition de TSA, au travers d'un contact entre le pesticide et le foetus par l'intermédiaire de la mère qui l'inhale. Les agences environnementales alertent également sur leur utilisation intensive en air intérieur, notamment par les femmes enceintes car dans la société actuelle, la majorité de la population passe plus de 80% de son temps dans un environnement clos, taux augmentant à 95% pour les femmes enceintes. Nous avons précédemment montré que les concentrations de pyréthrinoïdes domestiques dans l'atmosphère intérieure sont 1000 fois plus élevées qu'à l'extérieur et que l'application aiguë de pyréthrinoïdes modifie l'activité électrophysiologique (activité électrique) des neurones des mammifères. Nous supposons qu’une exposition prénatale aux pyréthrinoïdes perturbe la séquence de développement des réseaux neuronaux et la synaptogenèse (connexions nerveuses), entraînant une altération durable des comportements sociaux et cognitifs. Nous sommes un consortium de neurobiologistes et de chimistes de l'atmosphère qui modéliseront l'exposition environnementale aux pyréthroïdes humains chez la souris. Nous focaliserons notre étude sur la deltaméthrine, un pyréthrinoïde de type II car il est le plus fortement détecté dans l'air ambiant ; l'Agence Française ANSES le classe parmi les 32 substances prioritaires ; enfin, il cible les récepteurs GABA et l'altération de la neurotransmission GABAergique est un mécanisme physiopathologique des TSA.

Bénéfices attendus

Face à l'orientation pandémique actuelle des TSA, la recherche doit aller au-delà des facteurs génétiques, sachant que les produits chimiques industriels largement disséminés dans l'environnement sont des contributeurs importants à cette pandémie. La nature innovante du projet est de démontrer le lien neurobiologique avec les preuves émergentes d'une association entre l'exposition prénatale à la pollution par les pyréthrinoïdes et l'apparition des TSA. Dans ce contexte, l'utilisation croissante d'insecticides ménagers commerciaux dans les atmosphères intérieures soulève des questions en raison des propriétés potentiellement dangereuses des substances actives pour la progéniture, étant donné que le niveau et la durée d'exposition à ces produits chimiques sont susceptibles d'être significatifs. La modélisation de cette exposition subaigue sur un modèle animal apportera donc des avancées importantes quant à la neurotoxicité des pyréthrinoïdes sur le cerveau en développement.

Procédures

Aucune intervention invasive ou chirugicale ne sera conduite sur les animaux. Les femelles gestantes seront exposées 8h/ jour à minima 7 jours (du stade embryonnaire jour 12 (E12) de gestation à la naissance de la portée) et jusqu'à 14 jours (du stade E12 de gestation à la naissance de la portée + 7 jours de vie). Cette procédure sera conduite à deux doses; l'une représente une dose mesurée en air intérieur (1µg/m^3) et l'autre une dose mesurée en air extérieure (10 ng/m^3). Des tests comportementaux seront effectués, à savoir : Les milestones entre les âge 3 et 15 jours afin de percevoir la présence de déficits sensori-moteurs caractéristiques des troubles autistiques pour une durée de 30 minutes par jour et par portée. Les enregistrements de vocalisations seront réalisées pendant 5 minutes sur des animaux âgés de 8-10 jours. Les tests comportementaux suivants seront réalisés sur des animaux âgés de 21 à 48 jours : le test de l'Open Field (10 minutes); la croix surélevée (5 minutes) et enfin le test d'interaction sociale à trois chambres (40 minutes).

Impact sur les animaux

Des effets indésirables sur les mères gestantes pourront être observés suite à l'inhalation de pyréthrinoides de type 2 : troubles digestif, hyperventilation, déficits cognitifs et moteurs avec symptomes de type parkinson ou de C-S syndrome (épilepsies). Les effets indésirables liés à l'exposition subaigue de l'insecticide sur la descendance sont une augmentation de la mortalité à la naissance ou un syndrome de type autistique ce qui est l'hypothèse de notre étude. Les tests comportementaux seront une source de stress engendrée par la séparation maternelle et les manipulations que nous prendrons en compte.

Devenir

L'ensemble des animaux seront sacrifiés dans la dernière étape de la procédure pour récuperer leur cerveau et permettre les analyses electrophysiologiques ou biochimiques.

Remplacement

L'objectif du projet étant de mimer l'exposition humaine par inhalation des insecticides sur un modèle animal afin de mesurer la neurotoxicité sur le comportement ainsi que sur l'activité nerveuse, ce projet ne peut pas être envisagée hors du contexte intégré retrouvé au sein de l’organisme entier. En ce sens, ces connaissances de l'impact de l'environnement sur le développement cérébral ne peuvant pas être transposées sur des modèles ex-vivo ou organoïdes, le remplacement n’est donc pas possible.

Réduction

Un plan d’expérience sera systématiquement rédigé avant les expérimentations dans un souci permanent d’optimisation du nombre d’animaux. Aucune étude antérieure n’a été menée sur ce projet auparavant. Nous envisageons l'utilisation de tests statistiques non paramétriques (Wilcoxon-Mann-Whitney, ANOVA 1 facteur - Kruskal Wallis, ANOVA 2 facteurs ) afin de limiter le nombre d’animaux utilisés dans cette étude.

Raffinement

Les expériences seront conduites sur un seul modèle animal et une seule souche : souris de type sauvage. Le bien-être des animaux, qu'il s'agisse des souris gestantes comme de leur progéniture exposée à l'insecticide, sera évalué régulièrement (croissance staturo-pondérale, aspect général, comportement). Les mères et leur nouveau-nés seront hébergés sous environnement contrôlé, dans une cage d'exposition aux insecticides avec un environnement enrichi d'igloos cartonnés et de mini-rouleaux de papier foisonnant permettant aux femelles de faire des nids, et avec la possibilité de boire et manger ad libitum. Afin de réduire la souffrance des expositions, celles-ci seront appliquées par inhalation et à des doses contrôlées par des mesures permanentes du taux d'insecticide (1µg/m^3 et 10ng/m^3). Les expériences de comportement sur la progéniture seront conduites uniquement en situations aigües et non chroniques. Afin de limiter leur stress, la salle de comportement est équipée d'un tapis chauffant, d'une lumière tamisée, d'un contrôle de la température. La pièce est silencieuse et ventilée. Le manipulateur frottera ses gants dans la sciure pour ne pas perturber les animaux par ses odeurs. Nous mettrons en place les points limites suivants: pour les femelles gestantes nous observerons la détérioration de l'apparence de l'animal, des difficultés respiratoires sévères et prolongées, la léthargie de l'animal (immobile, ne répondant pas aux stimuli), la perte de poids excessive (supérieure à 20% de son poids initial), diarrhée et température (suivi par caméra thermique). En fonction du score de l'animal (Annexe 3), les interventions seront : à surveiller (score de 3 à 5), demander un second avis et considérer l'euthanasie (score de 5 à 7) et souffrance sévère, prévoir l'euthanasie (score de 7 à 9). En ce qui concerne les descendants, les points limites seront l'apparition de troubles respiratoires (la cyanose), l'hypotonie néonatale, la perte de poids, et la prise de lait (visualisée au niveau de l'estomac).

Choix des espèces

Nous avons sélectionné la Souris pour plusieurs raisons: - L'objectif étant de reproduire l'exposition perinatale et par inhalation des femmes à un insecticide répandu, nous devons rester sur un modèle mammifère - Afin de pouvoir contrôler au mieux les concentrations d'expositions tout en considérant le bien être animal nous avons réalisé une chambre d'exposition dont le volume (30l) est approprié pour les rongeurs. - L'équipement que nous possédons sur notre plateforme comportementale afin de rechercher un phénotype autistique est adapté à la souris jeune et adulte et pas complètement au rat. - La période d'exposition (stade embryonnaire 12 à 7 jours post-natal) a été choisie car c'est une période critique pour le développement du système nerveux. Les expériences d'électrophysiologie sont réalisées au 7ème et 20ème jour post-natal afin d'observer la séquence développementale de l'activité excitatrice versus inhibitrice du GABA.

Pour tester si une molécule empêche la douleur du visage déclenchée par une inflammation, 130 rats Sprague-Dawley vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués ensuite pour le prélèvement de tissus nerveux. Chacun reçoit une injection intrapéritonéale par jour pendant cinq à huit jours sous anesthésie gazeuse, plus une injection sous-cutanée, puis passe chaque jour un test d'allodynie où un filament est appliqué sur sa face. Le porteur qualifie ces mesures de peu douloureuses au motif que l'animal peut se soustraire au filament, et attend de l'expérience qu'elle produise l'hypersensibilité douloureuse recherchée. Les rats qui perdent plus de 15 % de leur poids sont mis à mort.

Objectifs

Lorsque la douleur est chronique ou persistante, elle devient alors pathologique car elle n’offre plus aucun avantage mais provoque au contraire une extrême souffrance. C’est notamment le cas de douleurs inflammatoires qui apparaissent suite à une inflammation du système nerveux périphérique ou central. Parmi les symptômes douloureux, nous nous intéressons à l’allodynie qui correspond à une douleur provoquée par une stimulation normalement non douloureuse, qui peut être déclenchée suite à l’inflammation. Ce phénomène provoque l’activation de plusieurs populations neuronales, mais fait également intervenir les astrocytes, un sous-type de cellules gliales. Cependant, les mécanismes astrocytaires impliqués dans la génèse de l’allodynie en condition inflammatoire au niveau de la face sont peu connus.Nos résultats obtenus jusqu’à présent ont permis notamment de mettre en évidence que l’inflammation induisait une réactivité astrocytaire ainsi qu’une diminution d'un type de canaux astrocytaires. Cependant, la question de comment l’inflammation est capable d’entrainer cette dérégulation du canal astrocytaire, ainsi que la réactivité astrocytaire reste toujours en suspend. Le projet étudiera s’il est possible de prévenir les inflammations sur les canaux astrocytaires et par conséquent la douleur, à l’aide d'une molécule capable de moduler l’expression du gène correspondant à la protéine du canal astrocytaire. Il combinera des approches moléculaires et comportementales, et sera réalisé sur des rats adultes mâles, âgés entre 4 et 8 semaines.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra de mieux comprendre les mécanismes centraux induisant la dérégulation du canal astrocytaire, impliquée dans les phénomènes d’hypersensibilité douloureuse. Au travers des résultats attendus, ce travail pourrait avoir des répercussions positives sur la recherche pré-clinique s’intéressant aux douleurs chroniques, et pourrait à terme mettre en lumière de nouvelles pistes thérapeutiques.

Procédures

Les différents gestes techniques utilisés lors de ce projet sont au nombre de 2 : • Injections intra-péritonéales (

Impact sur les animaux

Utilisant un modèle de douleur infammatoire, nous nous attendons au développement d’une hypersensibilité douloureuse lors d'une stimulation tactile. Les résultats obtenus ne montrent pas d'effets indésirables sur les animaux mise à part le développement d'une allodynie faciale suite à une stimulation tactile. La douleur occasionnée à l’animal est estimée comme étant « modérée » (retrait de la face). Ces mesures sont peu douloureuses puisqu’elles consistent en la mesure d’un seuil avec possibilité d’échappement et n'entrainent pas de réactions visibles autres que le retrait moteur de la zone stimulée. Afin de diminuer le stress lié aux tests de comportement et aux injections, les animaux ont une prériode d’adaptation suite à la livraision suivie d'une période d’habituation.

Devenir

A la fin des procédures, les animaux seront profondément anesthésiés et seront mis à mort pour prélever les tissus nerveux d'intérêts afin de réaliser une analyse protéique.

Remplacement

L’intégration de la douleur implique de nombreuses régions du système nerveux central et périphérique. D’après nos connaissances il n’existe à ce jour aucune méthode de remplacement capable d’intégrer tout ces éléments. C’est pourquoi il est nécessaire de réaliser notre étude sur animal entier.

Réduction

Le nombre de rats par groupe a été évalué sur la base des travaux précédents en tenant compte des divers problèmes que nous pourrons rencontrer au cours des différentes phases expérimentales (problème au moment de la dissection, mauvaise apprentissage lors de l’habituation aux tests comportementaux…). Le nombre de 6 rats /groupe pour les études comportementales est d’après nos données antérieures au sein du laboratoire le minimum requis pour discriminer un effet statistique significatif . Cependant, plusieurs étapes sont limitantes donc par il est préférable de prévoir un maximum de 10 animaux par groupe: habituation, injections systémiques,comportement, prélèvements. Pour chaque procédure, nous allons adapter notre approche statistique aux données obtenues afin d'obtenir des résultats statistiquement fiables et pertinents avec une puissance d’analyse d’au moins 70%. Si lors des procédures, 6 animaux sont suffisants, nous n'utiliserons pas plus d'animaux. Des tests statistiques seront utilisés pour déterminer le nombre d'animaux suffisant et nécessaire. Afin de limiter le nombre d'animaux, les études comportementales et moléculaires seront réalisées avec les mêmes groupes.

Raffinement

Les animaux seront stabulés dans des pièces ventilées, thermorégulées (22±1 °C) avec hygrométrie contrôlée. Le cycle de lumière est inversé (lumière de 19h à 7h). L’accès à la nourriture et à l’eau se fait ad libitum et le changement de la litière se fait 2 fois par semaine. Les rats sont placés 3 par cage de 800 cm2 (enrichissement social). Les animaux seront utilisés avant d'atteindre un poids supérieurs à 300g. Des rouleaux de cartons sont ajoutés pour pouvoir se cacher et grignoter. La surveillance des animaux se fera quotidiennement par les personnes compétentes du laboratoire conformément à la législation en vigueur. L’expérimentation sera réalisée à parti de 7 jours après réception (période d’adaptation) et après 5 jours d’habituation pour les expériences encomportement. Plusieurs critères seront surveillés quotidiennement durant tout le temps des procédures, et des points limites ont été établis par une grille de scores. Les animaux seront notamment surveillés quoditiennement lors des différentes procédures. Le poids est mesuré quotidiennement. Si la perte de poids excède 15% du poids initial, les animaux seront mis à mort. Nous regarderons également l’apparence et le comportement (poils ébouriffés, animal prostré, posture anormale, vocalisations, agitation, toilettage). S’il apparait un comportement correspondant aux points limites définis par la grille de scores, alors les animaux seront exclus de l'expérimentation.

Choix des espèces

La souche de rat Sprague-Dawley est couramment utilisée et est la plus adaptée pour les études comportementales dans le domaine de la douleur en santé humaine. Nous utiliserons des animaux entre 5 à 8 semaines (125 à 250 g), pour comparer avec les données du laboratoire.