Troubles nerveux

5 500 souris et rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Ils subissent une chirurgie d'implantation, sous la peau ou dans l'abdomen, d'un dispositif diffusant des substances ou mesurant des paramètres biologiques, avec jusqu'à quatre prélèvements sanguins par jour, puis sont expédiés vivants aux chercheurs ou tués en cas d'atteinte d'un point limite ou pour contrôle qualité. Le porteur produit ces modèles implantés pour la communauté scientifique et revendique qu'ils réduisent le stress lié aux manipulations répétées. Il prévoit des animaux surnuméraires liés au taux d'échec des chirurgies et admet un "phénotype dommageable" possible selon les besoins du projet.

Objectifs

L’objectif du projet est de permettre la production et la mise à disposition pour la communauté scientifique des modèles de rongeurs équipés de manière permanente (par technique chirurgicale) d’implants sous la peau ou dans l’abdomen permettant soit la libération de substances (comme des médicaments ou des hormones) de manière répétée ou continue, soit la mesure de paramètres biologiques (comme l’activité cérébrale, musculaire ou cardiaque ou la mesure de la tension).

Bénéfices attendus

L’utilisation de modèles implantés permet l’administration répétée ou continue de substances d’intérêts (comme des médicaments ou des hormones) ou la mesure et le suivi de paramètres biologiques (comme l’activité cérébrale, musculaire ou cardiaque ou la mesure de la tension) chez l’animal sans la moindre manipulation de la part du chercheur et sans anesthésie. Cela permet donc la réduction très importante du stress provoqué chez l’animal par des manipulations répétées. Ces administrations et mesures pourront permettre à la communauté scientifique d’augmenter leurs connaissances et leurs compréhensions sur différents domaines de recherche (maladies cardiaques, maladies du cerveau, hypertension, cancer, infertilité, …) tout en réduisant les nuisances posssibles sur l’animal.

Procédures

Tous les animaux dans le cadre de ce projet seront soumis à une procédure chirurgicale unique d’une durée d’une demi-heure à une heure sous anesthésie générale et à la mise en place d’un matériel implanté. Selon les besoins du projet, les animaux pourront être soumis à des prélèvements sanguins (maximum 4 prélèvements sanguins par jour). Les actes de prélèvements et d’injection ont une durée d’une dizaine de secondes à une minute. Selon les besoins du projet, les animaux hébergés soumis aux nuisances énoncées pourront être de phénotype dommageable.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables prévus sur les animaux font suite à la mise en place de l’implant suite à la chirurgie : douleur, stress et perte de poids possible chez tous les animaux dus aux contentions, aux procédures chirurgicales, à la présence du matériel implanté. Hébergement individuel possible jusqu’à une semaine.

Devenir

Les animaux sont expédiés chez les scientifiques ou sont mis à mort dans le cas d’atteinte d’un point limite ou pour contrôle qualité du modèle.

Remplacement

La production de modèles implantés a pour objectif de mettre à disposition des modèles rongeurs implantés prêts à l’emploi pour les scientifiques. Les animaux opérés sont intégrés dans des programmes de recherche ou d’études précliniques. Ces programmes visent à étudier les réactions des organes ou du comportement des individus face à une substance ou un stimulus. Cela entraîne de nombreux mécanismes différents et implique de nombreux organes. La complexité des mécanismes mis en jeu ne permet donc pas de réaliser de nos jours de tels programmes sur des modèles in vitro.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaires est défini par le scientifique. Il est possible que des animaux surnuméraires doivent être utilisés de par les contraintes du modèle, ce nombre étant basé sur les taux de réussite connus et attendus des modèles. La réduction de ces animaux surnuméraires repose sur : l'expertise de l’équipe chirurgie et la maitrise des procédures, les locaux adaptés, les données historiques, l’observation de l’état clinique de l’animal en péri-opératoire afin d’adapter les traitements post-opératoires et de diminuer la mortalité éventuelle. Le nombre d’animaux surnuméraires utilisés dans chaque procédure est déterminé au cas par cas, en fonction du degré de difficulté du modèle, du taux de succès de la chirurgie, du nombre d’animaux à opérer, de la souche, du sexe et de la provenance.

Raffinement

Les implantations permettent le suivi de paramètres biologiques ou l’administration de substances en continu sans intervention humaine ce qui permet une réduction très importante pour l’animal du stress provoqué par des manipulations répétées. Le contrôle de la douleur est réalisé par une administration appropriée d’analgésique et/ou d’anesthésie locale, sous le contrôle d’un vétérinaire. Une réhydratation est pratiquée pour tous les animaux au réveil. Une habituation par la manipulation positive des animaux peut être effectuée dès la phase d’acclimatation. Une observation quotidienne de l’état clinique général des animaux est réalisée tout au long de la procédure. Des soins spécifiques sont apportés en cas de signes cliniques. En cas de détection d’un point limite, l’animal est immédiatement mis à mort. Des points limites spécifiques sont établis et raffinés au fur et à mesure des observations. Ces observations sont facilitées par l’utilisation d’outils internes de suivi de type grille de score et document qualité d’enregistrement permettant une traçabilité.

Choix des espèces

Le choix de l’espèce et de la souche est très généralement effectué par le scientifique. Le rat et la souris sont des animaux couramment utilisés dans ce type de projet. Ce sont des mammifères dont l’anatomie et la physiologie sont proches de l’homme, la disponibilité de données historiques chez ces espèces permet d’obtenir des informations fiables et pertinentes. Sont concernés ici que les animaux sevrés à partir de 3 semaines, dont la taille et le poids sont compatibles avec la pose du matériel implanté, selon les recommandations éthiques en vigueur et les recommandations du fournisseur.

488 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Ils subissent des chirurgies de deux heures, une induction de crises de migraine par injections répétées et des séances d'imagerie de quatre à cinq heures sous anesthésie, la sensibilité de la face étant mesurée par application de filaments. Le porteur écrit qu'il ne soulagera pas les animaux pendant les crises migraineuses, dont il attend l'apparition chez tous les animaux induits, sur une durée allant jusqu'à dix jours dans le modèle chronique. Il affirme que les approches sur "l'animal entier" restent "incontournables" et qu'aucune méthode in vitro ou in silico n'existe pour ces mécanismes de douleur.

Objectifs

La migraine est une pathologie neurovasculaire touchant près de 15% de la population mondiale qui se caractérise par des maux de tête (céphalées), associés à une hypersensibilité au bruit, à la lumière et aux stimuli tactiles, comme les caresses. La phase douloureuse est déclenchée par l’activation des terminaisons nerveuses innervant les méninges qui entourent le cerveau. Puis différentes régions du cerveau et des ganglions trigéminés seront activés à leur tour. Les modifications fonctionnelles et structurelles des réseaux neuronaux cérébraux impliquées dans la migraine, en particulier l’impact des antimigraineux, sont encore, à l’heure actuelle, mal connues. L’une des limitations est le manque de résolution des techniques d’imagerie disponibles pour les recherches sur le petit animal. Grâce à l’utilisation d’une technique innovante de neuroimagerie, nous proposons d’étudier les changements fonctionnels et structurels des différentes regions cérébrales impliquées dans la douleur associée aux crises migraineuses. De plus, nous voulons mieux comprendre les mécanismes d’action des antimigraineux et comme la migraine est plus fréquente chez la femme que chez l’homme nous voulons comparer des rats males et femelles. Pour cela, nous utiliserons différents modèles de migraine pertinents cliniquement. L’induction des modèles sera validé grâce à suivi étroit du comportement douloureux de nos animaux, avec la mesure de sensibilité mécanique faciale de l’ensemble des rats (contrôles et migraineux) avant, pendant et après la mise en place du modèle de migraine et lors des crises migraineuses. Ce test respecte les règles éthiques établies par l’IASP (International association for the Study of Pain) puisqu’il permet l’échappement de l’animal vis-à-vis du stimulus qui est de courte durée (3 secondes par stimulation mécanique).

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra de mettre en evidence les changements fonctionnels au niveau cerebral et des ganglions trigéminés associés à la migraine. La comparaison des changements en contexte de crise aigüe ou chronique apportera des informations clés sur la le développement à long terme de la douleur migraineuse. De plus, l’évaluation de l’effet des traitements antimigraineux apportera des informations concrètes sur les changements fonctionnels cérébraux en réponse aux différents traitements. Enfin, les propriétés intrinsèques de la technologie de neuroimagerie utilisée apporteront de nouvelles informations pertinentes sur la composante neurovasculaire dans la migraine, qui joue un rôle clef dans sa physiopathologie. A plus long terme, les résultats de ce projet permettront d’envisager de futures études cliniques interventionnelles chez l’humain avec pour objectifs : 1) d’une part la confirmation des résultats obtenus chez l’animal chez l’humain et 2) d’autre part d’utiliser la neurostimulation d’une (ou des) zones identifiée(s) par notre technique innovante de neuroimagerie qui permettra la stimulation des structures cérébrales, même profondes, impliquées dans la physiopathologie de la migraine. Cette technique viendrait révolutionner la prise en charge thérapeutique des patients migraineux.

Procédures

Nous nous attendons à certaines nuisances et effets indésirables directement associés aux différents gestes techniques que nous allons réaliser : 1) Chirurgie pour permettre l’administration du mélange pro-inflammatoire en aigu. Cette chirurgie réalisée sous anesthésie générale (durée moyenne de 2h) sera réalisée sur 64 rats mâles et 64 rats femelles, une seule fois pour chaque animal. 2) Chirurgie de mise en place de la canule pour le modèle de mélange pro-inflammatoire chronique. Cette chirurgie réalisée sous anesthésie générale (durée moyenne de 2h) sera réalisée sur 64 rats mâles et 64 rats femelles, une seule fois pour chaque animal. 3) Chirurgie d’amincissement du crâne pour permettre la neuroimagerie. Cette chirurgie réalisée sous anesthésie générale (durée moyenne de 2h) sera réalisée sur l’ensemble de nos rats soit 244 rats mâles et 244 rats femelles, une seule fois pour chaque animal. 4) Modèle de migraine induit par l’administration d’un donneur de monoxyde d’azote en chronique : 4 injections intrapéritonéales réalisées sur animal vigile tous les jours pendant 4 jours et la 5ème injection sera réalisée sous anesthésie générale le 5ème jour : le jour de l’imagerie, sur 86 rats mâles et 86 rats femelles. 5) Modèle de mélange pro-inflammatoire aigu : injection sous anesthésie générale (10 minutes). Injection réalisée une seule fois sur 64 rats mâles et 64 rats femelles. 6) Modèle de mélange pro-inflammatoire chronique : 5 injections au total réalisées tous les deux jours sous anesthésie générale (10 minutes) via la canule guide sur 64 rats mâle et 64 rats femelle. 7) Neuromagerie: séance d’imagerie réalisée une fois pour chaque animal sous anesthésie générale (durée moyenne de 4 à 5h) par inhalation d’anesthésique gazeux pour l’ensemble de nos animaux soit 244 rats mâles et 244 rats femelles. 8) Mesure des seuils de sensibilité mécanique : mesure sur animal vigile pour l’ensemble de nos animaux soit 244 rats mâles et 244 rats femelles. Le test dure entre 60 minutes à 75 minutes mais l’application des filaments ne dure que 3 secondes et cette application n’est répétée qu’entre 5 et 8 fois. Cette mesure sera réalisée plusieurs fois selon les modèles, en amont, pendant et après les crises migraineuses.

Impact sur les animaux

Suite aux chirurgies, malgré l’utilisation d’antalgiques pendant et après ces procédures chirurgicales, les animaux peuvent présenter une activité réduire et ressentir une douleur légère à modérée au niveau de la zone opérée en fonction de la réponse aux traitements antalgiques administrés. Ainsi, la période post-opératoire de 48h après une chirurgie d’amincissement avant la séance d’imagerie et d’une semaine après une chirurgie de mise en place d’une canule guide avant l’induction des modèles permettra une récupération complète de l’animal. Comme nous voulons étudier les mécanismes cérébraux associés aux douleurs migraineuses, nous ne soulagerons pas les animaux pendant les crises migraineuses. Il est donc attendu le développement de douleurs migraineuses pour l’ensemble de nos animaux induits. Cependant un suivi étroit sera réalisé et tout dépassement d’un point limite conduira à une réponse adaptée de l’expérimentateur (i.e. traitements antalgiques, modification de la procédure ou mise à mort de l’animal). Pour nos modèles, la durée moyenne des douleurs migraineuses sera de 1h30 pour une injection de soupe inflammatoire en aigu à 10 jours sur un modèle chronique avec des pic de douleur sous forme de crise d’1h à quelques heures et des phases moins douloureuses. Un suivi étroit de la douleur orofaciale sera réalisé dans chacun des modèles chroniques. Notons que nos analyses en imagerie se feront sur animal anesthésié, limitant ainsi la perception douloureuse de l’animal. Néanmois, l’anesthésie prolongée des animaux pour les séances d’imagerie pourrait induire des effets indésirables notamment sur les constantes vitales de l’animal. Celles-ci seront monitorées grâce au suivi des fréquences cardiques et respiratoires. Tout dépassement d’un point limite conduira à une réponse adaptée de l’expérimentateur (i.e. correction du taux d’anesthésique gazeux pour maintenir le niveau adéquat d’anesthésie, modification de la procédure ou mise à mort de l’animal).

Devenir

L’issue de chacune des procédures n°1 à n°5 est la mise à mort des animaux par injection d’euthanasiant chimique pour les animaux utilisés pour la mise en place des modèles au sein du laboratoire ou par perfusion intracardiaque pour l’ensemble des animaux inclus dans notre étude.

Remplacement

Notre projet porte sur la mesure et le suivi des changements fonctionnels et structurels des différentes regions cérébrales impliquées dans la douleur associée aux crises migraineuses par une nouvelle approche de neuroimagerie. Dans ce contexte, les approches intégratives sur l’animal entier restent incontournables. A l’heure actuelle, il n'existe pas de méthodes substitutives in vitro, ex vivo ou in silico pour obtenir des données sur des processus cognitifs complexes et pour l’étude et l’analyse des mécanismes de la douleur.

Réduction

Pour ce projet et afin de respecter la règle de reduction, nous utiliserons un nombre limité de rats et de groupes tout en gardant la significativité des résultats via une analyse statistique adaptée (analyse de variance suivi d'un test post-hoc paramétrique si la distribution est normale ou un test non paramétrique dans le cas contraire). Ce nombre sera gardé le plus petit possible et a été estimé grâce aux outils disponibles de calcul de puissance statistique.

Raffinement

Afin de réduire le stress et l’anxiété, les animaux seront reçus une semaine avant le début des expérimentations. Un suivi quotidien sera assuré contrôlant leur comportement général, leur apparence et la présence d’eau et de nourriture. Les animaux seront hébergés à deux par cage dans le respect des surfaces réglementaires avec enrichissement (tunnel, bois à ronger). Nous avons déterminé des points limites anticipés, liés à l’état général de santé et de bien-être et liés au modèle expérimental et aux procédures. Toute observation anormale sera notée dans un tableau des points limites et nous définirons un score décisionnel en fonction des observations quotidiennes permettant de modifier la procédure en cours avec administration d’un traitement antalgique, et/ou de décaler dans le temps les actes prévus par la suite ou de metre à mort l’animal en dernier recours. Les chirurgies seront réalisées en conditions aseptiques. Pour réduire la douleur pendant la chirurgie, elle sera effectuée sous anesthésie gazeuse et l’animal sera injecté avec des antalgiques. De plus, toute infection suite aux chirurgies prévues dans nos procédures, non maitrisable par traitements médicamenteux entrainera un arrêt immédiat du protocole en cours et l’euthanasie de l’animal par une dose létale d’euthanasiant chimique sous anesthésie gazeuse. Pendant toute la durée des actes sous anesthésie, les constantes vitales seront suivies : température corporelle, pression partielle en O2 et fréquences cardiaque et respiratoire. Aucun acte ne sera entreprit avant que l’animal ne soit stabilisé pour ces différentes constantes. Si un animal anesthésié présentait une détresse respiratoire ou cardiaque ou s’il se trouve en hypothermie, nous procéderons à un arrêt immédiat du protocole en cours et en l’absence de rétablissement la mise à mort de l’animal sera envisagée par l’administration d’une dose létale d’euthanasiant chimique.

Choix des espèces

Les modèles rongeurs sont des modèles de choix pour les études comportementales et des bases physiologiques du cerveau car ils présentent des mécanismes cognitifs complexes et une cartographie fonctionnelle transposable aux humains. Le modèle rat est en particulier adapté aux études comportementales pour sa rapidité d’adaptation. Son poids et sa taille permettent d’avoir une bonne flexibilité expérimentale sans avoir recours à une miniaturisation ayant un coût prohibitif. De plus, les modèles de migraine choisis ont déjà été développés chez le rat et diminueront le nombre d’animaux utilisé pour la mise en place des modèles de migraine. Les rats seront reçus au poids choisi de 150-200g, correspond à celui d’un jeune adulte. Ainsi après une semaine d’habituation et une semaine de comportement, les animaux seront aux poids d’environ 250-300 g pour les mâles et 200-250 g pour les femelles pour démarrer les chirurgies. Notons que plus les animaux sont âgés, plus le crâne est épais et donc la chirurgie d’amincissement longue et susceptible de créer des dommages.

Des crises d'épilepsie provoquées par des chocs électriques délivrés sur les yeux ou les oreilles, par un son de forte intensité ou par l'injection de substances chimiques : 27 430 rongeurs vont être utilisés dans ces tests, 8 700 souris, 17 730 rats et 1 000 gerbilles de Mongolie. Pour 26 040 d'entre eux, les procédures impliquent un niveau de souffrance sévère, modéré pour les 1 390 autres, et tous sont tués à l'issue, certains après avoir reçu des électrodes dans le cerveau et des stimulations électriques deux fois par jour pendant cinq jours, pour qu'ils fassent une crise à chaque stimulation. Le porteur indique que les études, menées pour tester "l'innocuité et l'efficacité de substances pharmacologiques en développement", sont "principalement réalisées pour des clients du secteur privé pharmaceutique". Il affirme aussi que les procédures ont été "optimisées pour limiter la douleur chez l'animal", et précise que les rongeurs sont anesthésiés ou tués juste après une crise tonique "si possible", sinon à la fin du test. La cour administrative d'appel de Paris a annulé l'autorisation de ce projet le 3 juillet 2026, à la demande de l'association One Voice (arrêt n° 24PA05219), et le résumé ne figure plus sur ALURES.

Objectifs

Scientifique: le projet consiste en l'utilisation de tests basés sur l’induction de crises épileptiques par le moyen de stimulation électrique ou substances chimiques permettant de tester l'innocuité et l'efficacité de substances pharmacologiques en développement. Les études sont principalement réalisées pour des clients du secteur privé pharmaceutique. Ces études sont validées par les directeurs d'étude et la direction du site d'essai. Educatif: de façon à réaliser les procédures expérimentales décrites dans ce projet, dans de bonnes conditions et en respectant le mieux possible les 3Rs, il est indispensable que le personnel réalisant ces procédures soit correctement formé. Cette formation nécessaire dans le cadre de la validation du personnel à ces compétences techniques est réglementaire car permettant d'attester de l’acquisition de ces compétences.

Bénéfices attendus

Bien que ces modèles pré-cliniques soient sévères, ils sont recommandés pour tester l’efficacité de nouveaux médicaments et leurs mises sur le marché. La recherche de nouveaux traitements est indispensable pour améliorer les conditions de vie ainsi que l’espérance de vie des patients. A l’heure actuelle, environ 30% des patients épileptiques ne répondent pas aux traitements médicamenteux disponibles.

Procédures

Chacune des procédures inclut une phase d’administration de substance (e.g. par voie orale, intrapéritonéale, sous-cutanée ou intra-veineuse). Procédures 1, 2, et 4 et 5 : les rongeurs sont soumis à une stimulation électrique (délivrée au moyen d'électrodes cornéales ou auriculaires) ou sonore (de forte intensité). Les symptômes épileptiques sont scorés dans la minute suivant la stimulation. Procédure 3 : un réactif est injecté et les symptômes épileptiques sont observés sur 30 minutes. Procédure 6 : des électrodes épidurales et en profondeur sont implantées afin d'enregistrer l'électroencéphalogramme (EEG). Après 2 semaines, une substance chimique est administrée et les signaux sont enregistrés sur 1 à 4 heures pendant 1 à 2 jours par semaine (durée totale de 4 à 5 semaines). Procédures 7 et 10 : les animaux sont implantés avec des électrodes afin d'enregistrer l'EEG. Après deux semaines, les signaux sont enregistrés sur 1 à 24 heures pendant 1 à 2 jours par semaine (durée totale de 4 à 5 semaines). Procédure 8 : les animaux sont opérés pour implanter des électrodes, afin de délivrer les stimulations et enregistrer l'EEG. Après 2 semaines de récupération, les animaux reçoivent des stimulations électriques cérébrales, 2 fois par jour pendant 5 jours sur 2 semaines, afin de les sensibiliser et que ces derniers développent une crise après chaque stimulation électrique. Puis, les effets d'une substance sont évalués et les animaux reçoivent 2 stimulations par semaine sur 4 à 5 semaines consécutives. Procédure 9 : une substance chimique est injectée et les symptômes épileptiques sont observés sur 1h (maximum de 3 injections sur 1 h). Une fois les animaux en état épileptique pendant 1 heure, une substance stoppant les symptômes est administrée. Les animaux sont gardés pendant 5 à 6 semaines et ceux présentant des symptômes d'agressivité sont sélectionnés et implantés avec des électrodes. Après 2 semaines, les signaux sont enregistrés sur 2 semaines consécutives pour détecter les crises spontanées. Quand cela est pertinent, des prélèvements de sang (en générale, veine mandibulaire, sublinguale ou caudale) peuvent être réalisés au cours de chaque procédure pour collecter des données de pharmacocinétique.

Impact sur les animaux

Certains tests décrits dans ce projet conduisent à l'apparition de crises partielles (clonus des pattes avant) ou généralisées (crises toniques ou redressement), après une stimulation électrique ou l'administration d'une substance chimique. Les animaux sont anesthésiés et /ou euthanasiés juste après l'observation d'une crise tonique si possible ou à la fin du test pour limiter la douleur. Bien que ces modèles soient sévères, ils sont recommandés pour évaluer de nouveaux traitements anti-épileptiques.

Devenir

Procédures 1 à 5 et 9 : en raison de l’induction de convulsions toniques, ces animaux sont immédiatement anesthésiés/euthanasiés à la fin du test. Procédures 6, 7, 8 et 10 : les animaux peuvent être gardés à la fin de la première étude car ils vont montrer des crises d'absence non convulsive ou des crises partielles évoluant en crises généralisées sans l'apparition de crises toniques. Ces animaux peuvent donc être réutilisés (dans le même modèle) pour tester d’autres composés anti-épileptiques et réduire le nombre total d’animaux utilisés pour plusieurs études. Ils seront toutefois euthanasiés à la fin de l’expérience.

Remplacement

Il existe des techniques alternatives permettant d'évaluer les traitements sur des cultures primaires de neurones ou des tranches cérébrales afin de limiter le nombre d'animaux utilisés et de sélectionner les meilleurs candidats médicaments. Néanmoins, l'efficacité de nouveaux traitements doit également être démontrée sur des modèles plus complexes (modèles animaux) permettant ainsi l’observation des effets de substances pharmacologiques sur le comportement des animaux et l'activité cérébrale.

Réduction

Dans certains modèles aigus d’épilepsie (test de convulsions suite à l'administration induite par une substance chimique, une stimulation électrique (test du 6 Hz) ou un son (test audiogénique), il est possible de tester plusieurs composés et doses dans une même expérience. Ceci permet de limiter le nombre d'animaux contrôles (négatifs et/ou positifs) sur plusieurs études. Pour les modèles chroniques d’épilepsie (par faibles stimulations électriques répétées (« kindling ») ou test sur souche de rats «épileptiques » (rats WAG), un lot d'animaux sera implanté avec des électrodes et ces animaux recevront les 4 à 5 substances inclus dans une même étude, espacé d'une semaine entre chaque traitement. Les animaux sont réutilisés plusieurs fois afin de réduire le nombre total d’animaux. Par exemple, 12 rats seront opérés et ces animaux recevront 5 traitements différents sur 5 semaines (un traitement par semaine) au lieu d'utiliser 12 rats par traitement (soit 60 rats).

Raffinement

Les procédures décrites ont été optimisées pour limiter la douleur chez l'animal. Par exemple, lorsque les convulsions sont induites par une stimulation électrique cornéale, un gel anesthésiant est appliqué sur les yeux de l'animal pour limiter la douleur liée à l’application du choc électrique. Pour les procédures avec une chirurgie cérébrale, une analgésie est assurée pendant et durant les 48 heures suivants l’opération. Les animaux sont opérés sous anesthésie générale, mais une anesthésie supplémentaire est appliquée au niveau du crâne pendant la chirurgie, pour s’assurer de l’absence totale de sensation douloureuse. Enfin, un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux pour éviter le dessèchement de l'œil pendant la chirurgie (les yeux restants ouverts lorsque les rongeurs sont anesthésiés). Dans certains modèles, l'enregistrement de l'électroencéphalogramme est réalisé en plus de l’évaluation comportementale des animaux (absence ou présence de convulsions) ce qui permet de compléter l'analyse comportementale et de raffiner le modèle.

Choix des espèces

Dans la plupart des cas, les études d’épilepsie sont effectuées chez le rongeur (souris ou rat) car ces modèles sont translationnels. Les substances anti-épileptiques mises sur le marché ont été découvertes en utilisant des modèles pré-cliniques chez le rongeur. Le choix de l’espèce (souris ou rat) est souvent lié aux études préalables réalisées (études de pharmacocinétique par exemple) et aussi en fonction de la disponibilité de la molécule. On utilisera de préférence la souris lorsque la molécule est en quantité limitée. Dans certains cas, le modèle n’est validé que chez une espèce (exemple du modèle du kindling par stimulation électrique de l’amygdale) utilisé principalement chez le rat). Une fois, l’efficacité d’une substance démontrée chez la souris et/ou le rat, une troisième espèce peut être recommandée par l’ANSM pour l’autorisation de mise sur le marché d’une nouvelle substance. Les rongeurs (rats, souris) sont testés une fois sevrés, l’âge peut varier entre 3 semaines et 2 ans, conformément aux données historiques et à la bibliographie scientifique (Bialer and White, 2010; Barker-Haliski and White, 2020). Ces procédures décrites dans ce projet peuvent être utilisées de façon longitudinale sur des rongeurs depuis la période néonatale jusqu'à l'âge adulte.